我们可以从能量转移的速率和效率得到许多信息：可以知道供受体的距离很近（约0.5-10nM），得到距离的数量，有时能得到它们的方位关系。一般地每一对供受体可被分别考虑，每对都由于其特殊的距离和方位和光谱特征而表现出其能量转移的可能性，这就使我们能直接掌握分子的结构、空间构象变化和结合反应。如果我们观察的是一个分子集合，我们得到的是对应于相关参数分配的光谱信息。这种光谱参数分配能提供分子构象分配情况信息。能量转移是一个时间依赖过程，我们能够得到的有关发生在能量转移和荧光衰减时间数量级、分子运动和分子转动的动力学信息，这个数量级可以是皮秒到毫秒数量级。这是一个非常广的时间区段，可以灵活地选择生色团。在所有荧光技术中，FRET的独特性就在于此。
在多数情况下，供体与受体染料是不同的，FRET的可以通过对供体的荧光淬灭和受体的敏化荧光的产生来检测。当供体和受体是相同的染料时，可通过荧光的去极化来检测。因为R0是受环境影响的，在实际中具体的实验条件下它的值是可变化的。不产生荧光的受体比如dabcyl和QSY染料的优势在于能够减少可能由受体本身直接产生的荧光背景的干扰。对于相互作用的分子之间的FRET分析往往受到供受体荧光素各组分之间的相互影响并影响FRET的效率。比如：如果所有的供体都与一个受体结合了，供体荧光寿命就随两者距离的改变而呈一次幂变化。但在一种混合状态，有不同的供受体距离或有未结合的供体得到的是荧光寿命衰减的多次幂变化，未发生作用的分子对FRET的效率产生影响。。高的FRET效率和低的相互作用分子浓度可导致一个错误推论认为在供体受体之间有小的或没有相互作用。如果蛋白相互作用的细胞内定位空间大小超出了显微成像的分辨率，那么我们获得的是一种平均值，也会导致对生物效应的错误解释16。多光子显微技术尤其是双光子技术比共聚焦显微镜更有优势。使用近红外激发光引起探针荧光素的非线性吸收，因而激发光在聚焦镜平面的强度被限制在一个小的剂量范围内，荧光淬灭和光对样品的损伤大大减少，对于光敏感的样品的观察也成为可能。
用FLIM(fluorescence lifetime imaging microscopy)是一种较新的检测FRET的方法2。
FLIM技术有两种：时间域(time-domain)和频率域(frequency-domain)。①、时间域是短的脉冲光激发样品，荧光信号强度作为时间的函数。最新的TCSPC(time –correlated-single-proton-counting )技术与多光子激发系统的结合使得分辨率达到在组织和细胞内飞升（femto-litre）的水平。TCSPC的原理：样品被脉冲的激光重复激发，而每次脉冲激发的能量远不能引起一个光子发射。光子检测器能启动定时器，并在下一次脉冲到来时停止计时此过程反复重复，就得到了荧光衰减的直方图。TCSPC被认为比较费时间，但TCSPC以其近乎理想的计数效率和低的激发光剂量（减少荧光淬灭和毒性作用）以及高的时间分辨率而优于现有的其他方法。在计数速度为1MHZ时，获得10000个光子花20毫秒，一个128*128像素的图象在3分钟内完成，这样得到的信躁比要比那些靠牺牲分辨率来提高速度或为了缩短时间而牺牲信躁比要更优越。②、频率域原理：样品被强度调制的激发光激发，激发光的频率和样品荧光寿命的倒数成比例。这时荧光的发射频率与调制的频率一致，时间变化和解调也与激发光一致，可用来计算荧光寿命。这种技术被广泛应用在远场和共聚焦显微技术上。
生物科学的一个巨大挑战就是决定组成生物结构的分子或超分子的空间距离和分布，许多的生物现象是发生在相互作用分子的界面上，能够告诉我们有关分子相互作用的技术对我们非常重要。一旦相互分离的的目标空间排列被明确、距离和相互的方向明确了，我们就更能确信地提出生物结构是如何发挥作用的设想并证实它。对于空间关系的了解也使我们能更好地解释动态现象，知道了一部分结构的空间位置帮助我们进一步提出一些分子间相互作用的具体的问题。FRET被广泛应用的原因是它提供了分子间的距离、方向（定位）和动力学特征的信息，更好地回答有关分子距离数量级的问题。
FRET的应用：
⑴、可用于研究蛋白质以及蛋白复合体的结构和空间构象与布局
Xing J用FRET研究了肌凝蛋白亚结构（A S1）内部的运动情况5。他们把DABMI连接于CYS374上，作为受体荧光素，再用两种不同的荧光素IAEDANS和MIANS先后标于SH1和SH2上。在紧张态的AS1中，当用MIANS作为供体荧光素时，SH1和SH2两个位点的距离大致相等（45À），而加入ADP和Vi(orthovanadate)后，CYS374和SH1的距离缩短了7-8A，而SH2与CYS374的距离未见变化。当以AEDANS作为能量供体荧光素时得到类似的结果。结论为MgADP和Vi导致了SH1向肌动蛋白的位点运动而SH2对于S1相对饱和的激动位点不敏感而不发生相对运动。
Yin Luo4等人用FRET结合几何分析手段研究了兔子骨骼肌肌钙蛋白的四级结构和IN1-INC二聚体内（TN1）上的突变CYS133相对于INC 上九个突变CYS的定位情况，分别就钙离子存在和不存在两种情况进行比较，用（1，5-IAEDANS）作为荧光供体，DAB-MAL或DDP-MAL为荧光受体通过FRET测量CLYS133和每个INC上的突变CYS残基的距离，再用数学方法处理INC晶体结构数据和FRET测量值，得到各CYC残基在IN中的定位。该结果对于揭示IN1在IN复合体中的定位以及IN的功能有很大的提示作用。
Erickson JW6等用FRET确定在转导蛋白上鸟苷酸结合位点（α-T）的赖氨酸残基与CGMP磷酸二脂酶γ亚基（γ-PDE）构象敏感位点的半胱氨酸残基（68残基）的位置关系。半胱氨酸残基（68残基）在γ-PDE的位点对于有活性或失活的α-T的结合敏感而引起构象改变。这一点被实验所证实：将α-T-GDP复合体加入被对环境敏感的探针（MIANS）标记的γ-PDE亚基能引起MIANS荧光的增强，而氟化铝使α-T-GDP激活后再结合到γ-PDE时会导致MIANS荧光的淬灭。氟化铝引起的MIANS-γ-PDE的荧光变化的时间和α-T的内部荧光的变化相一致，而这一时间也对应于α-T活性空间构象变化的时间。这些结果提示活化状态的α-T亚结构导致了临近的γ-PDE的半胱氨酸残基（68残基）结合位点的空间结构的变化。
Christoph Biskup14等用confocal和streak照相机观察了钠离子通道亚单位之间的关系。钠离子通道在可兴奋组织可形成动作电位，它由一个孔状的α亚基和β亚基组成α亚基能单独发挥功能。人心肌的钠离子通道β1亚基仅仅对α亚基有轻微影响，它帮助提高峰电位的强度以及加速从失活状态恢复。峰电位的强度的增加提示β1亚基导致了质膜上通道的密度增加，可以猜想α亚基在向质膜转运的过程是在早期已经和β1亚基结合。为了证实这个猜想，他们用了能提高FRET效率的方法：固定模式的激光、共聚焦显微镜和streak照相机。两个亚单位分别用兰色和黄色荧光蛋白标记，在人的胎肾细胞（HEK293）表达。内质网膜的通道亚基之间的FRET表明两亚单位在到达质膜之前就已经结合了。该方法能同时测量供体和受体的荧光的衰减并提供了测量FRET效率的有效方法。（生物秀仪器频道 www.bbioo.com）
