大鼠中的RBII-36 同样具有串联重复序列，它是由非蛋白质编码的基因Bsr 所编码的。在人和小鼠相应的同源区域，也包含有与印迹相关的组织特异性box C/D snoRNA。其中，在小鼠该区域的印迹snoRNA 下游，还存在一段印迹microRNA 基因簇，而且，这两段小分子RNA 的基因簇在结构上有相似之处。
有趣的是，实验证明，当小鼠接受恐惧条件作用后的一段时间后，MBII-48 在其脑海马区内的表达量显著降低，而MBII-52 的表达量则显著增加，反映了这些snoRNA 在脑的高级功能比如学习过程中可能起到重要作用。
迄今为止，唯一被证实功能的印迹snoRNA 是 HBII-52。HBII-52 具有一段18nt 序列可以与血清素受体5'-HT2cR 的可变剪接外显子Vb 形成碱基互补配对。血清素受体5'-HT2cR 的外显子V 有至少两个5' 可变剪接位点，分别形成包含外显子Va 和Vb 的异构体。外显子Vb 编码受体的第二个胞内环，这对于G 蛋白结合是至关重要。跳过外显子Vb 则会导致框架移动，形成一个在第三个横跨膜结构域后被截断的不完整的受体。在外显子Vb 上至少有五个A 到I 的编辑位点。最近的研究表明，HBII- 52可以通过部分阻断外显子Vb上的一个沉默子而影响它的可变剪接，而且，这个沉默子也会由于外显子Vb 上后三个编辑位点的编辑而作用减弱。与人们最初的猜测不同的是，HBII-52 对于5'-HT2cR 血清素受体的编辑并没有直接作用。PWS患者体内没有HBII-52，因此他们的5'-HT2cR 血清素受体是不正常的[ 13]。
5 snoRNA的起源及进化
5.1 古细菌中snoRNA类似分子的鉴定 大肠杆菌的rRNA只有4个2'-O- 核糖甲基化和10个假尿嘧啶化修饰位点，它们分别由位点特异性的核糖甲基化酶和假尿嘧啶化酶催化完成，而不需要RNA 的参与。在原核生物中，古细菌在DNA 复制、转录和翻译等多方面更接近真核生物。
在古细菌中发现了box C/D snoRNA类似的2'-O- 核糖甲基化的向导sRNA，以及纤维蛋白(fibrillarin)、 Nop56/58 和p15.5KD snoRNP 复合体相关蛋白，说明 snoRNA介导的修饰系统在20至30亿年前就存在于古细菌与真核生物的共同祖先中。在Sulfolobus solfataricus的rRNA上有67个核糖甲基化修饰位点，在数量上与真核生物rRNA的甲基化修饰位点相近。古细菌的box C/D sRNA 具有真核生物box C/D snoRNA 的全部结构特征，如保守的box C、D、 C'、D' 和与靶RNA 碱基互补的反义序列，而且，它们绝大多数遵循着“box D/D'+ 5”的规则。但与真核生物的box C/D snoRNA 相比，古细菌中的 box C/D sRNA 分子较小，通常只有50 － 60nt；且几乎全部都是双功能分子，它的两条反义序列可能同时指导同一RNA 分子的不同核糖甲基化位点修饰。此外，除了能指导rRNA 的修饰，一些古细菌的box C/D sRNA 还可以与tRNA 形成10 － 13nt 的严谨配对，可能指导tRNA 上特定位点的修饰。
与2'-O-核糖甲基化位点的数量接近真核生物形成鲜明对比的是，古细菌只含有9 个假尿嘧啶化修饰位点，与真细菌相似。但是在古细菌中发现了3 个box H/ACA snoRNP 复合体核心蛋白，Gar1p、 Nop10p和Cbf5p的同源分子，为box H/ACA snoRNA 类似物的存在并指导古细菌rRNA假尿嘧啶化修饰提供了可能性。随后，４个box H/ACA sRNA 分子被鉴定出来， 其中3个与锥虫中box H/ACA snoRNA 缺少H box 的单环结构相似，而另一个则具有3 个发夹环结构。这4 个box H/ACA sRNA 通过与修饰位点两翼的序列形成互补配对指导rRNA上6个假尿嘧啶化位点的修饰，并遵循真核生物box H/ACA snoRNA 中靶位点与下游H/ACA 元件的间隔规则。
部分古细菌生长在极端特殊的生态环境中，包括高盐、高温、高压和极端pH 值等。研究发现在极端高温下生长的古细菌，具有更多的甲基化修饰，表明极端高温对于能够在rRNA 上产生更多的甲基化位点的修饰系统具有强烈的选择倾向。一种进化模型认为，真核生物起源于嗜热性古细菌，而真核生物继承了这种rRNA 修饰系统[15]。
5.2 反转座(retrotransposition)与snoRNA基因的增殖 可移动元件(mobile or transposable element)存在于所有动植物的基因组中。snoRNA 反转座子首先发现于2002年，但直到2006 年，才有大量的box H/ACA snoRNA 反转座子在人及其他哺乳动物中被鉴定出来[16]。大多数box H/ACA snoRNA 反转座子具有反转座子的典型结构，例如两翼序列有一对7 － 19nt 长的TSD，在3' 末端有一条poly A 尾，而且在5' 末端还有L1反转座体系的优先识别序列5'-TTAAAA-3' 或者与其有1 － 2 个核苷酸差别的变体，说明L1 反转座体系参与了snoRNA的反转座过程。snoRNA通过反转座进行基因数量的扩增，并通过位点突变产生新的功能，事实上，不少以前经过实验鉴定的 box H/ACA snoRNA 本身就是反转座事件的产物。
snoRNA 是一种古老的小分子非编码RNA，它广泛存在于各种真核生物以及古细菌中。snoRNA 不仅在核糖体的生物合成中起重要作用，而且参与了其他RNA如snRNA、tRNA甚至mRNA的转录后修饰或加工[11,17,18]。在过去的10 年中，对多种模式生物的snoRNA 的大量鉴定和分析，极大地丰富了我们对snoRNA 结构与功能及其基因组织和表达方式的知识，同时也提出了新的问题，例如许多特殊结构和未知功能snoRNA 的发现，特别是，在哺乳动物中发现了组织特异性的和印迹相关的孤儿 snoRNA，它们中的绝大多数都属于box C/D 家族。 snoRNA 是细胞中一个庞大的非编码RNA家族，在单细胞真核生物中都有几十，甚至几百个基因，如最近在莱茵衣藻中注释了300多个snoRNA基因。同时，从单细胞贾第虫到复杂的高等哺乳动物，可发现一些保守的指导r R N A 转录后修饰的向导 snoRNA，提示它们可能具有重要的生物学功能。然而，占snoRNA 总数90％以上的向导snoRNA 对细胞的生存和生长都不是必需的。进一步发现和阐明向导snoRNA 的生物学意义是该领域中具有挑战性的课题。
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[参 考 文 献]
[1] Maxwell ES, Fournier MJ. The small nucleolar RNAs. Annu Rev Biochem, 1995, 64:897-934
[2] Smith CM, Steitz JA. Sno storm in the nucleolus: new roles for myriad small RNPs. Cell, 1997, 89(5):669-72
[3] Lowe TM, Eddy SR. A computational screen for methylation guide snoRNAs in yeast. Science, 1999, 283(5405):1168-71
[4] Hütenhofer A, Kiefmann M, Meier-Ewert S, et al. RNomics: an experimental approach that identifies 201 candidates for novel, small, non-messenger RNAs in mouse. EMBO J, 2001, 20(11):2943-53
[5] Bachellerie JP, Cavaille J, Qu LH, Nucleotide modifications of eukaryotic rRNAs: the world of small nucleolar RNA guides revisited[M]// Garrett RA, Douthwaite S, Liljas A, et al, eds. The ribosome: structure, function, antibiotics and cellular Interactions . Washington: ASM Press, 2000: 191-203
[6] Kiss T. Small nucleolar RNAs: an abundant group of noncoding RNAs with diverse cellular functions. Cell, 2002, 109(2):145-8
[7] Tycowski KT, Shu MD, Steitz JA. A mammalian gene with introns instead of exons generating stable RNA products. Nature, 1996, 379(6564):464-6
[8] Brown JW, Echeverria M, Qu LH. Plant snoRNAs: functional evolution and new modes of gene expression. Trends Plant Sci, 2003, 8(1):42-9
[9] Tycowski KT, You ZH, Graham PJ, et al. Modification of U6 spliceosomal RNA is guided by other small RNAs. Mol Cell, 1998, 2(5):629-38
[10] Jįdy BE, Bertrand E, Kiss T. Human telomerase RNA and box H/ACA scaRNAs share a common Cajal body-specific localization signal. J Cell Biol, 2004, 164(5):647-52
[11] Bachellerie JP, Cavaille J, Hütenhofer A. The expanding snoRNA world. Bicheimie, 2002, 84(8):775-90
[12] Cavaillé J, Buiting K, Kiefmann M, et al. Identification of brain-specific and imprinted small nucleolar RNA genes exhibiting an unusual genomic organization. Proc Natl Acad Sci USA, 2000, 97(26):14311-6
[13] Kishore S, Stamm S. The snoRNA HBII-52 regulates alternative splicing of the serotonin receptor 2C. Science, 2006, 311(5758):230-2
[14] Omer AD, Lowe TM, Russell AG, et al. Hmologs of small nucleolar RNAs in Archaea. Science, 2000, 288(5465):517-22
[15] Tran E, Brown J, Maxwell ES. Evolutionary origins of the RNA-guided nucleotide-modifation complexes: from the primitive translation apparatus? Trends Biochem Sci, 2004,29(7):343-50
[16] Weber MJ. Mammalian small nucleolar RNAs are mobile genetic elements. PLoS Genet, 2006, 2(12):e205
[17] Kiss T. SnoRNP biogenesis meets Pre-mRNA splicing. Mol Cell, 2006，23(6):775-6
[18] Boisvert FM, van Koningsbruggen S, Navascués J, et al. The multifunctional nucleolus. Nat Rev Mol Cell Biol, 2007, 8(7):574-85
