（2）膜蛋白的定位修饰
我们知道膜蛋白是定位在细胞膜上不同的亚区域中，例如脂质筏（lipid rafts）和小窝（caveolae），小窝包含着丰富胆固醇、鞘磷脂和信号蛋白。那么这些蛋白怎样到达它们的目的地呢？Zacharias等在Science上报道，酰基化足以使这些蛋白定位在脂质筏。他们的研究是通过FRET（fluorescence resonance energy transfer）技术，用GFP的突变体CFP（cyan fluorescent protein）和YFP（yellow fluorescent protein）来进行。因为这些蛋白并没有细胞内定位序列，所以研究者将各种酰基化修饰的敏感序列加在这些蛋白上，研究它们在细胞膜上的分布。因为分布的微结构域非常小，所以当CFP和YFP共分布在同一个微结构域时，就可以用FRET来观测到。研究者最初是用激酶Lyn的酰基化序列加在这些荧光蛋白上，使myristoyl和palmitoyl侧链链接在CFP和YFP的氨基端。结果发现产生的FRET信号非常强，用能去除胆固醇而使小窝和脂质筏消失的MCD（5-methyl-β-cyclodextrin）处理也不能使荧光消失，所以这说明荧光蛋白已经非常牢固的结合在了一起。然后研究者用荷电的基团代替荧光蛋白上疏水的基团时，发现聚体形成被抑制了。
3、细胞膜受体之间相互作用
外界刺激因素向细胞内的信号传递一般认为通过其在胞膜上的受体，当配体与受体结合后，引起受体构象变化或化学修饰，介导信号传递。但是最近关于Fas及其同源物TNFR(均为胞膜上的三聚体受体)的研究发现：它们都可以在无配体存在的情况下自发组装，并介导信号传递，引发细胞凋亡。其中在鉴定Fas发生三聚体化的实验中使用了FRET技术：将Fas分别与CFP与YFP融合，利用此项技术可以很方便的观测到Fas单体是否发生聚合。Yogesh Patel等人研究两种递质多巴胺与抑生长素。发现SSTR5（the type 5 somatostatin receptor）与D2R（type 2 dopamine receptor）共同分布在大鼠脑中的一些神经元中，他们将两者共表达，发现加入多巴胺能的激活剂能增强SSTR5与somatostatin的亲和性，加入多巴胺拮抗剂能抑制SSTR5的信号传递，表达D2R能恢复SSTR5突变体与腺苷环化酶的偶联。这不由是人们想到：两种受体之间是否存在某种联系呢？终于，应用FRET技术（SSTR5用红色染料标记，D2R用绿色染料标记）发现了两者之间的直接相互作用。而且当两受体的配体都存在时才出现FRET，说明两受体被激活时才发生相互作用。
4、细胞内分子之间相互作用
Rho家族的小G蛋白通过调节肌动蛋白的多聚化调控着重要的生理功能，象其他信号分子一样，这些GTPase的效应在时间和空间上都非常集中，那么如何检测它们活性的时空动力学呢? Klaus Hahn等在Science上报道了一种新的技术FLAIR（fluorescence activation indicator for Rho proteins）可很好的解决这个问题：他们将PAK1的能结合并激活Rac-GTP的domain PDB与荧光染料Alexa标记，微注射入表达GFP与Rac融合蛋白的细胞中。这样，当Rac与PDB相互作用时，GFP和Alexa就会足够接近以致发生FRET。这种方法能够实时的检测到在一个活的细胞中Rac的定位改变与Rac激活之间的关系。
Matsuda 等人在Nature上报道关于细胞内Ras和Rap1激活，也是用了FRET技术：他们将Ras和Raf的Ras结合结构域（Raf RBD）与GFP的突变种YFP和CFP进行融合构建。他们将Ras和YFP融合，RafRBD与CFP融合，当两分子靠的足够近时，它们之间就会激发FRET，设计的蛋白Raichu-Ras，Raichu代表和Ras结合的嵌合单元。当把Raichu-Ras与特异性的GEFs（guanine-nucleotide exchange factors）和GAPs（GTPase-activating proteins）共表达，清楚的显示FRET的增加和减少与Ras突变体的激活和抑制有关。此外他们还用同样原理观测了Rap1激活。
