6．700kg离心90min，分离介质在1.16～1.18之间形成介面。
7．收集d为1.16～1.18g/ml之间的细胞膜，加30倍的介质以2.5kg离心10min，洗涤2次。
8．保存于2.7mmol/L Tris-HCl pH7.5缓冲液中，用于细胞膜的研究分析
8）常用的制备粗制质膜组分的方法：（所有操作都在4摄氏度下进行）
1.在冰冷的匀浆缓冲液中切碎组织块，倒出血水。用匀浆缓冲液漂洗组织碎块，并将它们置于冰上，重复上述操作，直至组织碎成1mm3大小的碎片，且无可见的血。
2.加入5倍（体积比）与组织块体积的缓冲液，再置于冰浴的Dounce氏玻璃匀浆器中，抽研10-20次，匀浆组织。
3.匀浆4摄氏度600g离心10min，上清含细胞膜、线粒体和细胞溶胶。沉淀中有未破碎的细胞及细胞核。弃沉淀。
4.上清4摄氏度8000g离心10min，沉淀线粒体。弃沉淀。
5.上清4摄氏度10000g离心20min，弃上清。
6.用匀浆缓冲液重悬沉淀，继续匀浆，再次4摄氏度，10000g离心20min，弃上清。
7.用小体积的适宜缓冲液重新彻底匀浆沉淀。
8.粗制的样品可于干冰/乙醇中速冻，保存于-80摄氏度。
9）用特殊的去污剂选择性的分离。简单，可靠，但有时含有其他蛋白。
原理：4度时所有的蛋白质原则上都溶于TritonX114水溶液，但在37度时，此溶液分为水相和去污相；此时亲水性蛋白溶于水相，疏水的膜蛋白溶于去污剂相中。
方案
1、放射性标记受试细胞
2、将标记的细胞放在冰上
3、去除上清，用pH7。4的冷磷酸盐缓冲液洗涤单层细胞两次
4、加入1ml2%TritonX溶液冰浴15min
5、刮下单层细胞，4度下10 000g 5min离心
6、溶液37度水浴 10min以分离水相和去污剂相，然后37度下2 000g离心5min
7、收集水相留作分析
8、用500ul冰冷的buffer C溶解去污剂相沉淀，冰浴2min后加温，在按步骤6再次离心
9、按步骤8再次抽提去污剂相，用buffer C将洗涤后的去污剂相稀释到初始体积
10、用等量的buffer A分别稀释水相与去污相，并进行免疫沉淀实验
试剂：
1）2%tritonX114:2%TritonX114、50mmol/L Tris HCl（pH7。5）、蛋白酶抑制剂
2）缓冲液A（含0。5mol/LNaCl的RIPA buffer）
3）buffer C
10mmol/L Tris HCl(pH7.5)
150mmol/L NaCl
5mmol/L EDTA(PH7.5)
10）植物中：高度纯化的质膜是质膜蛋白研究的基础，制备纯化方法也很多，植物材料中以1蔗糖密度梯度离心、2水溶性双水相法、3自由流电泳等方法为主。前两种常用。1的产率较高但纯度不高，2是20世纪80年代发展起来的一种分离高纯度质膜的方法，经多次双水相分配即可得到高纯度质膜，近些年此方法广泛用于植物质膜的纯化。
