2. 配液
（1）乳鼠肾细胞营养液的配置：
0．5％LH液                                 90％
犊牛血清                                    10%
1万单位/ml青、链霉素              加至约100单位/ml
7.4%NaHCO3                      调pH至6.8~7.0
(2)平衡盐液－Hank液的调节：
用7.4％NaHCO3调Hank液的pH至6.8~7.0
(3) 调胰蛋白酶的pH值
25%胰蛋白酶溶液中加入数滴NaHCO3,充分混匀,使其pH值为6.8~7.0。
3 .处死动物
     在动物细胞培养中，为避免过多血细胞的干扰，一般采用剪断动物颈动脉放血的方法处死动物，然后用水浸湿体表的被毛（或用新洁尔灭溶液）。将动物固定在解剖板上，使其背部向上，先用碘酒棉球消毒背部的被毛，然后再用酒精棉球擦拭碘酒擦过的部位。 
4.取肾
在腰部的后缘，用解剖剪提起皮肤，剪开皮肤，将剪开的皮肤分别拉向两边。此时，再换一把解剖剪及解剖镊，剪开背部的肌肉，暴露出腹腔，即可见到肾脏（一般右肾略低于左肾），用弯头眼科镊取出肾脏，置于无菌培养皿中。
5.剪肾
用眼科剪及镊，将肾膜剪破，并将其剥向肾门，去肾膜及脂肪。再用Hank液洗涤一次，再将洗过的肾脏转入另一培养皿中。另换一把眼科剪及镊，沿肾脏的纵轴剪开，去掉肾盂部分，将肾剪成数块，然后用Hank液洗涤一次。将洗过的肾块转移入无菌的青霉素瓶（或小烧杯）中。用弯头眼科剪，将肾剪成1立方毫米大小的块，组织块的大小应尽量均匀一致，再用Hank液洗涤2～3次，直到液体澄清为止。
6.消化及分散组织块
将上步清洗过的Hank液吸掉，按组织块体积的5～6倍量加入0.25%胰蛋白酶液(pH为7.6~7.8)。置于37℃水浴中进行消化。消化时间在20～40分钟左右（消化时间的长短与多种因素有关，如蛋白酶的活性及浓度，不同动物及年龄，组织块的大小等等）。每隔10分钟摇动一次青霉素瓶，以便组织块散开，以利于继续消化，直到组织变成松散、粘稠状，并且颜色略变为白色为止。这时可从水浴中取出青霉素瓶，吸去胰蛋白酶液，再用Hank洗涤2～3次。然后，加入少量乳汉液，用吸管反复吹打组织块，直到大部组织块均匀分散成混淆的细胞悬液为止。此时，可将分散的细胞悬液经过灭菌的纱布（或不锈钢网）进行过滤，以除去部分较大的组织碎片。
7.计数与释稀
从上步滤过的细胞悬液中吸取1ml细胞液，进行计数。将细胞滴于血细胞计数板上，按白细胞计数法进行计数，计数后用营养液进行稀释，稀释后的浓度一般为每ml含细胞30～50万为宜。
8.分装与培养
     将稀释好的细胞悬液分装于培养瓶中（一般5ml/小方瓶，1ml/青霉素瓶），盖紧瓶塞，注意瓶塞一定要紧。在培养瓶的上面做好标记，以免培养瓶放反，并在瓶口处注明细胞，组别及日期。然后放于培养架上，并轻轻摇动培养架，避免细胞堆积，以便细胞能均匀分布。最后将培养瓶置于37℃条件下进行培养。

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